AKTYWNOŚĆ ENZYMATYCZNA: JEDNOSTKA, MIARA, REGULACJA I CZYNNIKI - CHEMIA - 2026

Aktywność enzymatyczna jest sposobem wyrażenia tej ilości enzymu obecnego w danym czasie. Wskazuje ilość substratu przekształconego w produkt w wyniku katalitycznego działania enzymu w jednostce czasu.

Wpływają na nią warunki, w jakich zachodzi reakcja enzymatyczna, dlatego najczęściej odnosi się do temperatury, w której jest mierzona. Ale co to są enzymy? Są biologicznymi katalizatorami, zdolnymi do przyspieszenia reakcji bez przechodzenia nieodwracalnej zmiany w trakcie katalizowanego procesu.

Ananas lub ananas, owoc zawierający enzym bromelainę, przez co wykazuje wysoką aktywność enzymatyczną Źródło: H. Zell

Ogólnie enzymy to białka, z wyjątkiem rybosomów, cząsteczek RNA o aktywności enzymatycznej.

Enzymy zwiększają szybkość reakcji poprzez zmniejszenie bariery energetycznej (energia aktywacji); który musi upłynąć, aby osiągnąć stan przejściowy i w ten sposób zachodzi reakcja.

Cząsteczki substratu, które osiągają stan przejściowy, podlegają zmianom strukturalnym, które prowadzą do powstania cząsteczek produktu. Na podstawie pełnionych funkcji enzymy dzieli się na sześć dużych grup: oksyreduktazy, transferazy, hydrolazy, liazy, izomerazy i ligazy.

Na przykład enzymy bromelaina i papaina są enzymami proteolitycznymi (hydrolazami) występującymi odpowiednio w ananasie lub ananasie oraz w papai lub papai.

Wiadomo, że zarówno ananas, jak i papaja wspomagają proces trawienia, gdyż działając na zawarte w nich enzymy proteolityczne pomagają w trawieniu białek, czyli mięs i zbóż.

Jednostka aktywności enzymatycznej

Jednostka enzymu (IU) to ilość enzymu, która katalizuje przemianę 1 µmola substratu w ciągu jednej minuty.

Następnie Międzynarodowy Układ Jednostek (SI) zdefiniował jednostkę aktywności enzymu jako ilość enzymu, która przekształca 1 mol substratu w produkt na sekundę. Jednostka ta otrzymała nazwę katal (kat).

1 mol = 10 ⁶ umol i 1 minuta = 60 sekund.

Dlatego 1 katal równa się 60 · 10 ⁶ IU. Ponieważ katal jest dużą jednostką, często stosuje się mniejsze jednostki, takie jak: mikrokatal (µkat), ^10-6 katal i nanokatal (πkat), ^10-9 katal.

Konkretna czynność

Jest to liczba jednostek aktywności enzymu podzielona przez miligramy białka w badanej próbce. Specyficzna aktywność jest bezpośrednio związana ze stopniem oczyszczenia enzymu.

Jak mierzy się aktywność enzymatyczną?

Istnieje kilka metod określania aktywności enzymu. Wybór konkretnej metody będzie zależał od celu testu enzymatycznego; możliwość zastosowania metody; dostęp do sprzętu niezbędnego do przeprowadzenia eksperymentu; koszt użycia określonej metody itp.

Istnieją metody spektrofotometryczne, fluorometryczne, chemiluminescencyjne, kalorymetryczne, radiometryczne i chromatograficzne.

Metody spektrofotometryczne mogą być kolorymetryczne i odczytywane w zakresie ultrafioletu (UV) promieniowania elektromagnetycznego.

-Metoda kolorymetryczna

Opiera się na wytwarzaniu chromoforu przez działanie enzymatyczne. Aktywność enzymatyczną można śledzić w sposób ciągły lub nieciągły.

Forma ciągła

W postaci ciągłej odczynniki umieszcza się w kuwecie w spektrofotometrze na żądanej długości fali, która odpowiada tej, przy której chromofor ma maksymalną wartość gęstości optycznej; a ponadto nie ma interferencji z inną substancją, która może zostać wygenerowana.

Reakcja enzymatyczna jest inicjowana przez dodanie próbki zawierającej enzym, którego aktywność ma zostać określona. Równocześnie uruchamia się stoper i od czasu do czasu odnotowuje wartość gęstości optycznej.

Znając równoważność gęstości optycznej z molami substratu lub produktem działania enzymatycznego, w zależności od zastosowanej techniki można obliczyć liczbę moli zużytego substratu lub wytworzonych moli.

Ponadto, ponieważ zmierzono czas reakcji enzymatycznej, który upłynął, można otrzymać liczbę moli zużytych lub wyprodukowanych na sekundę. Zatem aktywność enzymatyczna jest ustalana w jednostkach katalowych.

Nieciągły kształt

W przypadku partii do oznaczania aktywności enzymatycznej probówki ze składnikami reakcji, z wyjątkiem próbki zawierającej enzym lub inny składnik, umieszcza się w kąpieli o temperaturze 37 ° C. Następnie rozpoczyna się reakcję przez dodanie brakującego składnika.

Czas wskazany przez technikę może zajść, a reakcję kończy się przez dodanie związku, który zatrzymuje reakcję. W tym momencie odczytuje się gęstość optyczną i na koniec przeprowadza się analogicznie jak w sposób ciągły do ​​określenia aktywności enzymatycznej.

-Metoda odczytów w świetle ultrafioletowym

Na przykład koenzym nikotynoamidadinukleotyd ma dwie formy: NADH (zredukowana) i NAD ⁺ (utleniona). Podobnie, koenzym fosforan nukleotydu nikotynoamino-nukleotydu ma dwie formy, odpowiednio, NADPH i NADP ⁺ , odpowiednio zredukowaną i utlenioną.

Zarówno zredukowane, jak i utlenione formy koenzymu odczytuje się przy długości 260 nm ze światła ultrafioletowego; w międzyczasie tylko formy zredukowane są odczytywane ze światła ultrafioletowego przy długości 340 nm.

Dlatego zarówno w reakcjach utleniania, jak i redukcji, w których biorą udział wymienione koenzymy, odczytuje się je przy 340 nm.

Zasadniczo oznaczanie aktywności enzymatycznej jest takie samo, jak w przypadku metody kolorymetrycznej w sposób ciągły; z wyjątkiem tego, że odczytuje się gęstość optyczną przy 340 nm, aby obserwować wytwarzanie NADH lub NADPH lub mierzyć zużycie tych koenzymów.

Będzie to zależeć od tego, czy mierzona reakcja to utlenianie czy redukcja. Korzystając z zależności między gęstością optyczną a liczbą moli NADH i NADPH, w zależności od przypadku, aktywność enzymatyczną można obliczyć, dzieląc liczbę moli koenzymu przez upływający czas w sekundach.

Regulacja aktywności enzymów

Kontrola na poziomie podłoża lub produktu

Wraz ze wzrostem stężenia substratu wzrasta aktywność enzymu. Ale przy pewnym stężeniu substratu, miejsce aktywne lub miejsca aktywne enzymu są nasycone, tak że aktywność enzymu staje się stała.

Jednak produkt działania enzymatycznego może również oddziaływać z miejscami aktywnymi enzymu, powodując zahamowanie aktywności enzymatycznej.

Produkt może działać jako inhibitor konkurencji; na przykład, można wymienić enzym heksokinazę. Enzym ten powoduje fosforylację glukozy, co prowadzi do powstania glukozo-6-fosforanu, związku, który po akumulacji hamuje heksokinazę.

Kontrola sprzężenia zwrotnego

Może się zdarzyć, że grupa enzymów (A, B, C, D, E i F) działa sekwencyjnie na szlaku metabolicznym. Enzym B wykorzystuje produkt enzymu A jako substrat i tak dalej.

Komórka, w zależności od swoich wymagań metabolicznych, może aktywować lub hamować sekwencje aktywności enzymatycznej. Na przykład, nagromadzenie produktu enzymatycznego F może działać poprzez hamowanie enzymu A lub dowolnego innego enzymu w sekwencji.

Enzymy allosteryczne

Enzym może składać się z kilku podjednostek, z których każda ma odpowiednie miejsca aktywne. Ale te podjednostki nie działają niezależnie, więc aktywność jednej z podjednostek może aktywować lub hamować działanie pozostałych.

Chociaż hemoglobina nie jest uważana za enzym, jest wspaniałym modelem zjawiska allosteryzmu. Hemoglobina składa się z czterech łańcuchów białkowych, dwóch łańcuchów α i dwóch łańcuchów β, z których każdy jest przyłączony do grupy hemowej.

Pomiędzy podjednostkami mogą wystąpić dwa zjawiska: homoalosteryzm i heteroalosteryzm.

Homoalosteryzm

Wiązanie się substratu z jedną z podjednostek zwiększa powinowactwo pozostałych podjednostek do substratu, co z kolei zwiększa aktywność enzymatyczną każdej z pozostałych podjednostek.

Podobnie hamowanie aktywności enzymatycznej w jednej z podjednostek wywołuje ten sam efekt w pozostałych.

W przypadku hemoglobiny wiązanie tlenu z grupą hemową jednego z łańcuchów białkowych spowoduje wzrost zachłanności tlenu w pozostałych łańcuchach.

Podobnie uwolnienie tlenu z grupy hemu powoduje uwolnienie tlenu z pozostałych grup łańcuchów białkowych.

Heterolosteryzm

Wiązanie się substancji aktywującej lub hamującej, innej niż substrat, z jedną z podjednostek spowoduje aktywację lub zahamowanie aktywności enzymatycznej w innych podjednostkach.

W przypadku hemoglobiny wiązanie się z grupą hemu H ⁺ , CO ₂ i 2,3-difosfoglicerynianu do jednej z podjednostek powoduje zmniejszenie powinowactwa grupy hemowej do tlenu, powodując jej uwolnienie. To uwalnianie tlenu jest również wytwarzane w innych łańcuchach hemoglobiny.

Czynniki wpływające na aktywność enzymów

-Zatężenie podłoża

Wraz ze wzrostem stężenia substratu wzrasta również aktywność enzymu. Wynika to ze zwiększonego dostępu cząsteczek substratu do miejsc aktywnych enzymu.

Jednak przy danym stężeniu substratu wszystkie miejsca aktywne enzymu są nim nasycone, co powoduje, że aktywność enzymatyczna nie wzrasta, nawet jeśli wzrasta stężenie substratu.

-pH z reakcji enzymatycznej

Enzymy mają optymalne pH, przy którym powinowactwo enzymu do substratu jest najwyższe. Przy tym pH osiąga się maksymalną wartość aktywności enzymatycznej.

Nadmierna kwasowość lub zasadowość pożywki może powodować denaturację enzymu, a tym samym zmniejszenie jego aktywności.

Profil pH aktywności enzymów jest zróżnicowany. Na przykład pepsyna ma maksymalną aktywność między 1-2 jednostkami pH; trypsyna ma optymalne pH 8; a papaina ma stałą aktywność w zakresie pH od 4 do 8.

-Temperatura reakcji enzymatycznej

Aktywność enzymatyczna wzrasta wraz ze wzrostem temperatury. Ogólnie rzecz biorąc, aktywność enzymatyczna podwaja się na każde 10 stopni wzrostu, aż do osiągnięcia temperatury optymalnej dla aktywności enzymu.

Jednak po przekroczeniu optymalnej temperatury aktywność enzymu ma tendencję do zmniejszania się wraz ze wzrostem temperatury reakcji. Wynika to z faktu, że białka, a tym samym enzymy, ulegają denaturacji na skutek nadmiernego wzrostu temperatury.

-Jonowe stężenie reakcji

Ogólnie enzymy mają optymalną aktywność w zakresie stężeń od 0 do 500 mmol / l. Jednak przy wyższych stężeniach aktywność enzymatyczna ma tendencję do spadku.

W tych okolicznościach pewne interakcje jonowe w enzymach, niezbędne dla ich maksymalnej aktywności, są blokowane.

Bibliografia

1. Segel, IH (1975). Obliczenia biochemiczne. (2 ^nd Edition). John Wiley & Sons, INC
2. Lehninger, AL (1975). Biochemia. (2 ^nd Edition). Worth Publishers, inc.
3. Mathews, CK, van Holde, KE and Ahern, KG (2002). Biochemia. ( Wydanie 3 ^ra ). Pearson Addison Weshley.
4. Wikipedia. (2019). Test enzymatyczny. Odzyskane z: en.wikipedia.org
5. González Juan Manuel. (sf). Enzym kinetyczny. Kurs biomolekuł. Odzyskane z: ehu.eus